学术进展
林金星教授的团队发表了一篇关于植物膜蛋白动态计算的高质量评论文章 [发布日期:2018-04-09点击次数: ]

最近,北京林业大学树木分子设计与育种中心林金星教授应邀在植物生物学年度回顾中撰写“探索活植物细胞膜蛋白的时空组织”。在综述文章(IF=22.8)中,总结了植物膜蛋白动力学,聚合态和蛋白质相互作用的单分子分析技术,并深入探讨了这些单分子分析技术在植物生物学中的应用。并提出了一种有效的分析方法。

植物膜蛋白在材料转运和信号转导中起重要作用,但在生活条件下研究和分析膜蛋白的动态过程和分子间相互作用是非常困难的。林金星教授的研究团队率先建立了适合植物活细胞观察的单分子分析平台,实现了在纳米和毫秒条件下体内和原位膜蛋白聚合态和蛋白质相互作用的实时动态检测。 。十多年来,PIP2; 1(Li等人,Plant Cell,2011),Flot1(Li等人,Plant Cell,2012),AMT1; 3(Wang等人)已经通过单分子技术相继应用于植物。 ,PNAS,2013),AP2σ(Fan等人,Development,2013),Phot1(Wan等人,Plant Cell,2014),RbohD(Hao等人,Plant Cell,2014),BRI1(Wang等人)。 ,Molecular Plant,2015)检测和分析膜蛋白的扩散和停留时间等动态参数。此外,单分子技术用于分析体内膜蛋白的聚合状态(Wang等,Nature Protocols,2015),并且建立了一些用于重要细胞器膜蛋白的单分子检测技术(Lv等人) 。,分子植物,2017)。基于这些先前的研究,该评论侧重于植物膜蛋白单分子研究技术的四部分评论,包括标记技术,单分子成像技术,膜蛋白聚集体和相互作用的动态计算方法,以及植物中的这些技术。在生物学领域的应用。

由于单个分子的荧光很弱并且易受背景噪声的影响,因此实现膜蛋白的有效标记以实现单分子成像是重要的。除了传统的标记方法,如小分子染料和纳米荧光颗粒标记(量子点QD),评论的第一部分侧重于荧光蛋白的标记(如GFP,mCherry,DsRed-E5,光激活) )。蛋白质PA-GFP和Dronpa),以及它们在实际应用中的问题。

第二部分描述了标记蛋白的单分子跟踪和成像技术,包括激光共聚焦显微镜,超高分辨率显微镜和宽视野显微镜。虽然常规共聚焦显微镜的分辨率不能满足单分子检测的要求,但如果配置高灵敏度检测器,则结合相应的分析系统,如荧光相关光谱(FCS),荧光互相关光谱(FCCS),和荧光能量共振。胶印(FRET)技术等,还可以实现单分子跟踪,动态分析和膜蛋白状态检测。除了2014年诺贝尔化学奖授予的超分辨率显微镜(STED,STORM,PALM等)外,本综述重点介绍适用于植物细胞的可变角度 - 内部反射荧光显微镜(VA-TIRFM)。膜蛋白分析。它的原理和应用。

本文的第三部分详细介绍了基于标记和成像确定膜蛋白聚合状态和动力学特征的主要方法:(1)荧光强度分析技术,包括FIDA,PCH和SpIDA技术; (2)荧光漂白的分析技术,包括smSubunit计数和smFRAP技术; (3)荧光波动和荧光共振能量转移的分析技术,包括FCS/FCCS,FRET-FLIM技术; (4)蛋白质共定位和相互作用分析技术包括单分子蛋白质邻近指数分析(smPPI)和单分子下拉技术。

图1植物细胞膜蛋白聚合态动态计算技术示意图

该评价的最后部分简要描述了用于检测膜蛋白聚合和活化状态,动态变化和膜焓,动力学特征和细胞骨架关系以及信号转导期间不同环境条件下膜蛋白密度的单分子技术。停留时间,内吞途径和转运率,细胞骨架和细胞壁对膜蛋白聚集体形成的动态调节的应用为植物膜蛋白的研究提供了新的思路。

该评论于4月6日在线发表(https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-042817-040233)。林金星教授是该论文的作者。该团队成员,现任扬州大学副教授,王力是该论文的第一作者。团队成员薛玉群,邢晶晶和宋凯是本文的其他作者。该论文由北京森林分子设计育种中心和国家自然科学基金会资助。